[建立嵌合体诱导移植免疫耐受的研究进展]最易诱导免疫耐受的抗原

　　复合组织异体移植（Composite Tissue allotransplantation,CTA）为修复重建外科提供了新的治疗途径。烧伤、创伤及面部肿瘤手术切除等造成颜面组织器官缺损畸形，损伤的部位常包括耳、鼻、眼睑和口唇等体表器官，其修复比较困难[1]。对于严重毁容患者，通过植皮或皮瓣移植等现有的方法难以使患者的容貌恢复正常，应用异体复合组织移植进行颜面重建修复效果明显优于自体组织移植，但宿主对异体复合组织尤其是皮肤组织的强烈排斥反应使其仍无法推广应用，采用足够的免疫抑制剂可以减少急性排斥反应。然而，慢性排斥、免疫抑制剂的毒副作用、长期服用免疫抑制剂而导致的机会性感染和恶性肿瘤的风险增加等问题仍未得到解决[2]。对复合组织移植物的免疫耐受诱导可能是解决这些问题的最好途径之一。嵌合是指受体在接受异体或异种移植物后，其体内存在着供体细胞，而在移植物内存在着受体细胞，这种供受体细胞相互移行、相互存在的现象称为嵌合现象（Chimerism）。造血干细胞嵌合体是指异基因造血干细胞移植后供者和受者血细胞共存于受者体内的现象。形成造血干细胞嵌合体可以有效地诱导和维持受体对移植器官的免疫低反应，而骨髓移植（Bone Marrow Transplantation，BMT）是建立稳定的混合嵌合体进而诱导受体对各种移植器官的供体特异性免疫耐受的有效途径。最近，以造血嵌合体诱导移植免疫耐受的实验和临床研究已经取得了初步的成果，其治疗方案有望在临床上广泛应用。
　　
　　1建立造血嵌合体是诱导免疫耐受的重要途径
　　
　　嵌合体（Chimerism）是一种诱导和维持受体对器官移植物的免疫低反应性的有效方法。目前来看，通过造血嵌合体诱导免疫耐受是最有可能在临床上广泛应用的免疫耐受诱导方案。诱导免疫耐受的机制与对自身抗原维持耐受的机制基本一致，消除、无能、调节/抑制和忽略。中枢性T细胞耐受是通过胸腺内T细胞递呈抗原缺失介导的。它也可通过供体抗原胸腺内直接注射诱导。然而，因没有持续的供体抗原通过这一途径供应，中枢性耐受只能维持比较短的时间。相反，在嵌合体中，应用造血干细胞移植（HSCT，hematopoietic stem cell transplantation）诱导免疫耐受时，造血干细胞来源的供体抗原可持续的呈递给胸腺，使新产生的供体反应性胸腺细胞对供体抗原具有长期的阴性选择。一般认为，这是T细胞耐受的最稳定形式，因为这是系统性地消除对供体抗原存在反应活性的T细胞克隆。
　　嵌合体可分为全嵌合体，宏嵌和体以及微嵌合体三种形式，三者的诱导方法、嵌合体细胞的性质、其在受体外周血中所占比重及其发挥作用的方式存在差别。
　　全嵌合体（full chimerism）：嵌合体诱导免疫耐受最早见于接受常规骨髓移植的患者，可随后接受同一供体来源的器官移植，而不需用长期免疫抑制剂治疗[3]。然而，诱导这种全供体嵌合体需要对受体进行包括全身照射等高强度的骨髓移植前预处理（conditioning），而这些预处理通常会明显损害受体免疫力。
　　宏嵌和体（macrochimerism）：宏嵌和体是外周血中存在持续性高水平的供体造血干细胞，其预处理方案副作用相对全嵌合体较小，它是基于诱导“混合嵌和体”（mixed chimerism）的概念，也称为受体和供体造血细胞的共存。混合嵌合体相对于全嵌合体而言，在其诱导过程中，可降低预处理方案的强度，对宿主的免疫力进行适当保护，从而有效降低移植物抗宿主疾病的发生率[4]。
　　微嵌合体（microchimerism）：微嵌合体即低比例的供体来源的造血细胞（＜1%） 持续存在于受体中。微嵌合体经常见于实质器官移植后由于移植物内供体“过客白细胞”（passenger leukocytes）的迁移产生。微嵌合体现象最早在仅需要少量的免疫抑制剂治疗，就可以控制移植排斥反应，维持移植器官良好功能的受体外周血中可检测到。微嵌合体现象在移植耐受中发挥着一定作用[5]。
　　宏嵌合体与诱导所谓的“中枢耐受”有关，因为它可使胸腺内新产生的所有供体反应性T细胞发生克隆删除（clonal deletion）。而在混合嵌合体中，在胸腺内供体和受体来源的抗原提呈细胞的共存，将导致供体反应性和受体反应性两种T细胞的克隆删除，从而达到相互耐受。混合嵌合体可作为一种诱导免疫耐受的途径，但建立稳定的混合嵌合体，从而诱导和维持免疫耐受的最佳方案仍未确定，因此无法展开广泛的临床应用。
　　
　　2稳定的耐受所需要的嵌合体细胞的数量和性质
　　
　　嵌合体外周血中，造血干细胞的数量和性质是诱导耐受的决定性因素[6]。宏嵌合体与供体特异性移植耐受具有因果关系，而微嵌合体被认为是一种器官移植后继发产生的副现象[7]。然而，在宏嵌合体中，嵌合体细胞的数量并不总是与免疫耐受成正相关[8]。在微嵌合体中少量嵌合供体细胞通过作为“否决细胞”或“调节细胞”积极地预防破坏性同种异体免疫反应[9-10]。既往的研究表明不仅器官移植后的“过客白细胞”（passenger leukocytes），而且在可以通过胎儿－母体模式交换造血干细胞的动物模型中，也会产生与抑制T细胞反应有关的持续存在的微嵌合体[11]。在巨嵌合体，并不是所有供体造血干细胞来源的细胞成分均等地参与供体特异性免疫耐受的诱导过程。但究竟是哪种细胞在发挥着最主要的作用，目前仍没有明确。在一些模型中显示，供体T细胞在外周血的产生是至关重要的。大部分的模型尽管都有高水平的嵌合体存在，但没有供体T细胞的嵌合体仍可排斥供体皮肤移植物，并在体外实验中显示出强有力的抗供体抗原的反应[12]。
　　此外，还有学者认为，一定的嵌合供体细胞数量对保护移植物是相当必要的。在嵌合体中诱导免疫耐受所需要的供体细胞数量问题上，移植物的免疫原性可能发挥了决定性作用。因为与低免疫原性心脏移植比较，高免疫原性小肠或复合组织移植物需要高比例的供体嵌合体。
　　
　　3混合嵌合体诱导免疫耐受的机制：T细胞删除
　　
　　删除同种反应性细胞是免疫耐受诱导的机制之一，没有同种反应细胞，就无法介导排斥反应。删除可以通过非特异性手段，即通过删除某些免疫器官（如胸腺）的特异功能进行。胸腺性或中枢性删除机制是目前的移植免疫耐受研究的重点。中枢耐受是由于胸腺中存在供体来源的抗原提呈细胞，而引起供体反应性T细胞的克隆删除，它被认为是诱导供体特异性耐受的最安全方法[13]，这一机制可见于绝大多数的混合嵌合体模型中。
　　混合嵌合体诱导免疫耐受还存在外周机制。外周机制如诱导无能、主动抑制、否决细胞活动或T细胞的外周性删除现象也见于混合嵌合体诱导和维持的免疫耐受中[14-15]。不仅嵌合造血供体细胞积极参与这些外周机制的诱导，移植器官本身可能也参与了免疫耐受的诱导。有学者发现，移植器官的存在可能也有助于移植耐受的维持和延续[16]，特别是当免疫抑制治疗中存在共刺激途径阻断剂时[17]。而这一移植器官产生的作用，正好可以解释早期存在外周嵌合体，而后外周血嵌合现象丧失的受体其免疫耐受状态仍可持续维持的原因，虽然在这种受体内，不能排除一定程度上的与克隆删除有关的胸腺嵌合体持续存在的可能。
　　综上所述，可以认为混合嵌合体与中枢和外周耐受都有一定相关性。由于同时存在中枢和外周两种免疫耐受诱导机制，使混合嵌合体成为诱导移植耐受的有力工具，因为它导致了同种异体反应性供体和受体T细胞、B细胞和NK细胞的相互耐受[18]，但它也可能有甚至更广泛的用途。在以混合嵌合体诱导同种异体胰岛细胞移植免疫耐受的NOD大鼠中，受体不仅清除了同种异体反应性T细胞，而且糖尿病基因宿主T细胞也产生了克隆删除，从而导致自身免疫的逆转[19]。
　　
　　4建立混合嵌合体诱导免疫耐受的低毒途径
　　
　　造血干细胞移植（HSCT）按其来源可分为骨髓移植、外周血干细胞移植和脐血移植；按供者骨髓来源可分为同基因、同种异基因和自体造血干细胞移植三类。根据预处理方案的强度不同可分为清髓性造血干细胞移植及非清髓性造血干细胞移植。
　　清髓性造血干细胞移植：在血液疾病的治疗中，传统的异基因造血干细胞移植主要采用大剂量全身照射（TBI）和化疗做清髓性预处理，以克服宿主抗移植物（HVG）和移植物抗宿主（GVH）两种免疫反应，使供者细胞植入，完全替代异常的宿主细胞并产生移植物抗白血病效应（GVL）。此种异基因HSCT供者细胞植入稳定可靠，抗白血病（肿瘤）作用强，白血病复发率低，治疗效果好。但其主要缺点是危险性大（造血抑制引起的出血和感染可致死），并发症多（如移植物抗宿主病（GVHD）、间质性肺炎等常可致死），生存质量差（肝、肺、肾、心等重要脏器及生殖、免疫系统功能损伤重等）。如何从根本上减轻移植相关并发症，进而改善HSCT的疗效是值得研究的问题。
　　非清髓性造血干细胞移植：传统的清髓性干细胞移植预处理方案，是为了最大限度地杀灭受体肿瘤细胞，以便造血干细胞植入及减少白血病复发。但不可避免地伴有毒副反应的发生，甚至可能是致死性的。近年来许多学者倾向于减低预处理的剂量，减少清髓性预处理的并发症，从而使HSCT的适用范围更广泛。1997年，Giralt等[20]首先提出并开展了非清髓性造血干细胞移植（NST）的临床研究。非清髓性造血干细胞移植是指通过较小剂量的化疗、放疗（或不用放疗），使供受体间产生双向免疫耐受，以利于供者造血干细胞植入，形成嵌合体再利用植入的异基因免疫活性细胞诱导产生免疫效应。
　　非清髓预处理与传统的清髓性干细胞移植的预处理方案本质上无区别，均以形成异体植入为目标，只是将预处理强度适度降低。以减轻放化疗剂量，而增加免疫抑制剂的使用，既减低放化疗的毒性，减少骨髓抑制的时间，又使供者干细胞可以植入。NST的特点是预处理剂量低，毒副反应小，植入速度快，多数能形成混合嵌合体。
　　全嵌合体和混合嵌合体均可以诱导供体特异性免疫耐受，但只有混合嵌合体可以在毒副作用较小的预处理条件下获得，更好地保护患者的免疫力。因此，诱导混合嵌合体的方案具有显而易见的应用优势，并得到了更为广泛深入的研究。
　　
　　5抗原非特异性共刺激途径的阻断在诱导免疫耐受中的意义
　　
　　抗原非特异性共刺激（Co-stimulation）途径的阻断在建立混合嵌合体诱导免疫耐受中具有重要意义。CD4+T细胞激活需要2个刺激信号，其一为由APC表面抗原肽－MHCⅡ类分子与CD4+T细胞表面TCR-CD3复合物结合产生的第一信号，此即特异性抗原识别信号；其二即共刺激信号（co-stimulation signal），也称第二信号，乃由APC表面粘附分子与CD4+T细胞表面相应配体结合所提供。共刺激信号为抗原非特异性，但为CD4+T细胞特异激活所必需，它决定接受抗原刺激的CD4+T细胞是发生增殖，还是转变为无能（anergy）状态（或死亡）。CD152又称细胞毒性T细胞抗原4（CTLA4），为同源二聚体，主要表达于活化T细胞，静止T细胞则不表达。CD152的配体是B7-1和B7-2，但二者结合能抑制活化T细胞增殖，对T细胞应答起负调节作用，故CD152属抑制性受体。通过干扰同种异体移植抗原特异性T细胞或APC表面某些粘附分子或其配体的表达，或应用粘附分子抗体、可溶性配体封闭相应粘附分子，有可能阻断受者体内同种抗原特异性T细胞的共刺激信号，通过诱导相应T细胞失能而建立移植耐受。在诸多共刺激分子中，B7-CD28和CD40/CD40L分子对是参与T细胞活化最重要的共刺激通路，所以最常用阻断剂抗CD154抗体（阻断CD40/CD40L途径）和CTLA4-Ig（阻断CD28-B7途径）来诱导免疫耐受[21]。
　　CD154（CD40L）和其受体CD40在抗原提呈和免疫调节中起重要作用[22]。CD40是TNF受体超家族成员，分子量50 kDa，为Ⅰ型跨膜糖蛋白，主要表达在专职APCs（DC和肥大细胞）和内皮细胞，与CD154结合。CD154是TNF超家族成员，分子量32kDa～39kDa，表达在T细胞（CD4+T和CD8+T）、嗜酸性粒细胞、肥大细胞和嗜碱性粒细胞、树突状细胞、血小板和自然杀伤细胞上。CD40与其配体结合后诱导激活磷脂酰肌醇第二信号系统，激活丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶和分裂素活性蛋白激酶，然后激活转录因子如NF-κB和c-Jun，因此增加了APC的功能。CD40的结合可促进B7和MHC分子的表达，因此增加了信号1和信号2作用。阻断该通路可以阻止抗原的有效提呈并能导致T细胞无能。但是一旦该通路阻滞剂去除后，免疫活性可以恢复，这种免疫无能状态难以维继。但是不管怎样，在大动物模型中封闭CD154可使药物撤除后移植物存活数月到数年[23]。毫无疑问共刺激通路在启动同种免疫反应中起关键作用。
　　而值得注意的是，Wekerle 发现只有进行共刺激阻断的情况下，才可以通过高剂量BMT获得持续性的混合嵌合体[24]。Blaha也认为共刺激阻断是目前以非清髓性预处理骨髓移植诱导供体特异性免疫耐受的最为有效的方法[25]。在供体特异性骨髓移植中，阻断共刺激途径可以提高嵌合率并促进器官移植物如心脏的免疫耐受诱导[26]。利用抗CD154 和CTLA4-Ig 阻断共刺激途径CD40-CD40L 和CD28-B7 ，联合骨髓移植，可导致供体特异性CD8+ T 细胞快速耐受和诱导造血细胞性嵌合体产生及供体特异性耐受，即使在主要组织相容性复合物（MHC）完全不匹配的大鼠中[27]。如果CD8+ T 细胞被删除，单独应用抗CD154 可获得相似的结果。最近资料表明，如果给予供体特异性输注，全CD8+ T 细胞删除是不必要的。接受3Gy 全身照射的大鼠，若给予供体特异性输注、骨髓移植和抗CD154可产生持续性的混合嵌合体和耐受。CD4+ 和CD8+ T细胞对供体抗原均产生耐受，但对其他抗原仍有反应[28]。如果供体特异性输注与抗CD154一起给予，不需照射即可诱导稳定的同种异基因的嵌合体和耐受[29]。
　　近年来，利用基因工程的重组载体和基因转移技术，将人CTLA4-Ig基因克隆至腺病毒穿梭质粒pCA13中去，然后再把该质粒同腺病毒辅助质粒pJM17体外同源重组，用HEK293细胞包装CTLA4-Ig腺病毒，最后经过空斑纯化和鉴定，筛选出表达CTLA4-Ig的腺病毒载体，大量制备CTLA4-Ig的腺病毒，用于体内诱导耐受实验。Reddy等[30]以腺病毒为载体将CTLA4-Ig的cDNA转染移植到小鼠肝细胞，可将排斥期推迟50天以上。Chen等[31]应用腺相关病毒载体把CTLA4-Ig导入心肌细胞，而后移植入异体体内，显著的延长心脏的存活时间。Guillot等[32]也进行了相似的实验，用腺病毒介导CTLA4-Ig转染移植的心肌,发现可以显著的延长移植物的存活时间，90%的移植物存活时间大于100天,且移植1年后还能在血浆中检测出CTLA4-Ig;而用CTLA4-Ig蛋白全身注射处理组,仅能延长移植物存活期22天左右,代谢也较快，显示了基因治疗的良好效果。张庆殷等[33]在鼠异体心脏移植术中注射供体脾细胞和CTLA4-Ig腺病毒，然后再输注供体骨髓细胞，发现能够提高嵌合体水平，延长异基因大鼠心脏移植物存活。其实验原理在于构建含CTLA4-Ig基因的腺病毒载体后，通过腺病毒介导的CTLA4-Ig基因治疗，在受体内不断分泌高活性的CTLA4-Ig蛋白，封闭共刺激信号，诱导外周耐受，然后给予骨髓细胞以建立混合嵌合体，诱导中枢耐受。
　　
　　6器官移植免疫耐受范畴的发展
　　
　　一般认为，免疫耐受是指在没有免疫抑制药物治疗的情况下移植物仍然能够长期存活。真正意义上的完全性免疫耐受（Complete Tolerance）包括：①没有抗供体的同种抗体；②在同种移植物活检中没有破坏性淋巴细胞浸润的迹象；③能检测到移植物的抗供体特异无反应性相关指标。
　　随着器官移植领域的不断发展和移植免疫学研究的不断深入，免疫耐受的范畴也随着治疗方案的发展而发生改变。完全性免疫耐受（Complete Tolerance）是指在无需免疫抑制剂维持治疗的情况下移植物可以长期存活并保持稳定功能的状态。然而，Monaco认为在诱导免疫耐受时，更为现实的目标是能否使用最低限度的免疫抑制剂治疗即可以维持移植物的长期存活[34]。Calne则提出了“"Prope" （almost） Tolerance”，即“支持性的”或“近似完全”的免疫耐受概念，即仅需要低剂量的CsA即可维持或延长移植物的存活期并避免急性或慢性排斥反应，从而降低免疫抑制剂的副作用[35]。Demir也认为，“部分免疫耐受”（Partial Tolerance）的概念更适合于临床治疗[36]。Sachs[37]对免疫耐受的概念进行了更新，认为免疫耐受不仅是反应的消失，而且还应该包括免疫活化反应的下调，而这种下调可以由多种机制诱导。
　　
　　[参考文献]
　　[1]Gander B,Brown CS,Vasilic D,et al.Composite tissue allotransplantation of the hand and face: a new frontier in transplant and reconstructive surgery[J].Transpl Int,2006,19(11):868-880.
　　[2]Pidwell DJ,Burns C.The immunology of composite tissue transplantation[J].Clin Plast Surg,2007,34(2):303-317.
　　[3]Matthews JB, Ramos E, Bluestone JA.Clinical trials of transplant tolerance: slow but steady progress[J]. Am J Transplant,2003,3:794-803.
　　[4]Sykes M.Mixed chimerism and transplant tolerance[J].Immunity,2001,14:417-424.
　　[5]Simman R,Craft C,Mckinney B.Improved survival of ischemic random skin flaps through the use of bone marrow nonhematopoietic stem cells and angiogenic growth factors[J].Ann Plast Surg,2005,54:546-553.
　　[6]Rifle G,Mousson C.Donor-derived hematopoietic cells in organ transplantation: a major step toward allograft tolerance[J]? Trans -plantation,2003,75:3S-7S.
　　[7]Monaco AP.Prospects and strategies for clinical tolerance[J].Transplant Proc,2004,36:227-231.
　　[8]Gleit ZL,Fuchimoto Y,Yamada K,et al.Variable relationship between chimerism and tolerance after hematopoietic cell transplantation without myelosuppressive conditioning[J].Transplantation,2002,74:1535-1544.
　　[9]Burlingham WJ,Grailer AP,Fechner JHJr,et al. Microchimerism linked to cytotoxic T lymphocyte functional unresponsiveness (clonal anergy) in a tolerant renal transplant recipient[J].Transplantation,1995,59:1147-1155.
　　[10]Starzl TE,Murase N,Abu-Elmagd K,et al.Tolerogenic immunosuppression for organ transplantation[J].Lancet, 2003,61:1502-1510.
　　[11]Shimazaki C,Ochiai N,Uchida R,et al.Non-T-cell-depleted HLA haploidentical stem cell transplantation in advanced hematologic m alignancies based on the feto-maternal microchimerism[J].Blood,2003,101:3334-3336.
　　[12]Xu H,Chilton PM,Huang Y,et al.Production of donor T cells is critical for induction of donor-specific tolerance and maintenance of chimerism[J].J Immunol,2004,172:1463-1471.
　　[13]Van Pel M,van Breugel DW,van Wijk M,et al.Donor-specific tolerance in a murine model: the result of extra-thymic T cell deletion[J]? Transpl Immunol,2003,11:375-384.
　　[14]Wekerle T,Blaha P,Koporc Z,et al.Mechanisms of tolerance induction through the transplantation of donor hematopoietic stem cells: central versus peripheral tolerance[J].Transplantation,2003,75:21S-25S.
　　[15]Kurtz J,Shaffer J,Lie A,et al.Mechanisms of early peripheral CD4 T cell tolerance induction by anti-CD154 monoclonal antibody and allogeneic bone marrow transplantation: evidence for anergy and deletion, but not regulatory cells[J].Blood,2004,103:4336-4343.
　　[16]Karim M,Steger U,Bushell AR,et al.The role of the graft in establishing tolerance[J].Front Biosci,2002, 7:e129-e154.
　　[17]Jones TR,Adams AB,Shirasugi NJ,et al.Allogeneic parenchymal and hematopoietic tissues differ in their ability to induce deletion of donor-reactive T cells[J].Am J Transplant,2003,3:1520-1530.
　　[18]Zhao Y,Ohdan H,Manilay JO,et al.NK cell tolerance in mixed allogeneic chimeras[J].J Immunol,2003,170:5398-5405.
　　[19]Nikolic B,Takeuchi Y,Leykin I,et al.Mixed hematopoietic chimerism allows cure of autoimmune diabetes through allogeneic tolerance and reversal of autoimmunity[J].Diabetes,2004,53:376-383.
　　[20]Giralt S,Estey E,Albitar M,et al.Engraftment of allogeneic hemato－poietic progenitor cellswith purine analog-containing chemotherapy: harnessing graft－versus－leukemia without myeloablative therapy[J].Blood, 1997,89(12):4531-4536.
　　[21]Fehr T，Sykes M.Tolerance induction in clinical transplantation[J]．Tran-plant Immunology，2004,13：117-130．
　　[22]Mackey MF，Barth RJ，Noelle RJThe role of CD40／CD154 interaction in the priming，differentiation and effector function and cytotoxic T cells[J].J Leukoc Biol，l998，63:418-422．
　　[23]Kirk AD，Blair PJ，Tadaki DK，et al.The role of CD154 in organ transplant rejection and acceptance[J].Philos Tran R Soc LondBiol Sci，2001，356：691．
　　[24]Bartholomew A,Sturgeon C,Siatskas M,et al. Mesenchymal stem cells suppress lymphocyte proliferation in vitro and prolong skin graft survial in vivo[J].Exp Hematol,2002,30(1):42-48.
　　[25]Blaha P,Bigenzahn S,Koporc Z, et al. Short-term immunosuppression facilitates induction of mixed chimerism and tolerance after bone marrow transplantation without cytoreductive conditioning[J]. Transplantation ,2005,80:237-242.
　　[26]Wekerle T,Kurtz J,Ito H,et al.Allogeneic bone marrow transplantation with co-stimulatory blockade induces macrochimerism and tolerance without cytoreductive host treatment[J].Nat Med,2000,6:464-469.
　　[27]Ito H,Kurtz J,Shaffer J,et al.CD4 T cell-mediated alloresistance to fully MHC-mismatched allogeneic bone marrow engraftment is dependent on CD40-CD40 ligand interactions, and lasting T cell tolerance is induced by bone marrow transplantation with initial blockade of this pathway[J]. J Immunol,2001,166:2970-2981.
　　[28]Takeuchi Y,Ito H,Kurtz J, et al.Earlier low-dose TBI or DST overcomes CD8+ T-cell-mediated alloresistance to allogeneic marrow in recipients of anti-CD40L[J]. Am J Transplant,2004,4:31-40.
　　[29]Seung E,Mordes JP,Rossini AA,et al.Hematopoietic chimerism and central tolerance created by peripheral－tolerance induction without myeloablative conditioning[J].J Clin Invest,2003,112:795-808.
　　[30]Reddy B，Gupta S，Chuzhin Y，et al.The effect of CD28/B7 blockade on alloreactive T and B cells after liver cell transplantation[J].Transplantation，2001,71(6):801-811.
　　[31]Chen Z,Lu L,Li J.Prolonged survival of heart allografts transduced with AAV-CTLA4Ig[J]. Microsurgery, 2003,23(5):489-493.
　　[32]Guillot C，Mathieu P，Coathalem H，et al.Tolerance to cardiac allografts via local and systemic mechanisms after adenovirus-mediated CTLA4Ig expression[J]. J Immunol，2000,164(10):5258-5268.
　　[33]张庆殷，金永柱，张海滨.CTLA4-Ig腺病毒基因治疗联合供体细胞输注诱导混合嵌合体和大鼠心脏移植耐受[J].中华微生物学和免疫学杂志,2003,23(4):252-256
　　[34]Monaco AP. Prospects and strategies for clinical tolerance[J].Transplant Proc,2004,36:227-233.
　　[35]Calne RY. Prope tolerance: The future of organ transplantation from the laboratory to the clinic[J]. Int Immunopharmacol,2005,5:163-168.
　　[36]Demir Y,Ozmen S,Klimczak A,et al. Tolerance induction in composite facial allograft transplantation in the rat model[J]. Plast Reconstr Surg,2004，114:1790-1795.
　　[37]Sachs DH. Mixed chimerism as an approach to transplantation tolerance[J].Clin Immunol,2000，95:563-568.
　　
　　[收稿日期]2008-06-07 [修回日期]2008-08-05
　　编辑/李阳利