滇东南亚热带土壤细菌群落对植被垂直带变化的响应

李聪 ，吕晶花，陆梅*，杨志东，刘攀，任玉连，杜凡

1. 西南林业大学生态与环境学院，云南 昆明 650224；
2. 中国林业科学研究院高原林业研究所，云南 昆明 650233；
3. 贵州大学生命科学学院，贵州 贵阳 550025；
4. 西南林业大学林学院，云南 昆明 650224

土壤微生物作为森林生态系统中最活跃的生物组分，介导森林土壤碳氮养分的固定、矿化及周转过程，是森林生态系统能量流动和物质循环的主要调节者（郑勇等，2020）。在森林土壤的三大类微生物（细菌、放线菌、真菌）中，土壤细菌占其总量的90%以上，且多样性十分丰富（Fierer et al.，2012），能够快速高效地分解与转化营养物质（Bardgett et al.，2014），进而调控土壤肥力和植物养分吸收，因此，阐明土壤细菌群落结构及多样性的时空演变规律及其形成机制，不仅是阐明土壤微生物演变和进化的关键科学问题，也是预测微生物生态功能及其对环境变化适应和反馈的理论依据。

研究表明，森林土壤细菌群落的分布格局易受气候、植被和土壤等环境因子沿海拔变化的影响（赵茂强，2020）。海拔升高能够通过水热差异引起植被的垂直地带分异，导致植被多样性、地上与地下凋落物输入的显著改变，进而驱动着土壤理化性质的变化，最终影响土壤细菌群落的底物供应情况，引起土壤细菌群落组成、结构及多样性的改变（梁艳等，2021）。前人对不同的森林垂直植被带土壤细菌群落结构和多样性开展了一定研究，但多集中于温带、寒带的山地森林生态系统，且表现为无趋势（Fierer et al.，2011；
冯晓川等，2019）、下降（Li et al.，2016；
沈开强等，2020）和增加（刘秉儒等，2013）等多种海拔分布格局（刘秉儒，2021）。一些学者还对土壤细菌群落的这种垂直变化及其驱动因素开展了定性探讨，如朱平等（2015）研究表明，pH通过调控土壤微生物利用碳源的方式驱动其多样性的变化；
黄萍等（2020）研究发现土壤氮磷和含水量沿海拔变化对细菌群落分布的影响显著。然而，不同气候带的海拔、植被、土壤理化变化对细菌群落影响的性质、强度及过程等均存在一定的不确定性，人们对于土壤细菌群落富氮缺磷的南亚热带森林中受哪些因素调控知之甚少。因此，探明土壤细菌群落结构和多样性沿海拔变化的梯度效应及其调控机制，有助于理解“海拔—植被—土壤微生物”之间耦合特征及级联效应，能为理解南亚热带森林土壤微生物群落结构、多样性、功能过程及调控机制提供数据支撑。

云南文山国家级自然保护区地处南亚热带典型季风气候区，气候垂直差异显著，植被类型沿海拔梯度呈现明显的垂直地带分异，形成亚热带季风常绿阔叶林、半湿润常绿阔叶林、中山湿性常绿阔叶林、苔藓常绿阔叶林及山顶苔藓矮林5种典型亚热带垂直植被带景观（杨宇明等，2008），是研究亚热带森林生态系统土壤细菌多样性和群落结构的理想场地。近年来，该自然保护区的研究多集中于动物（郭龙洁等，2017）、植物（Zhu et al.，2019；
黄乐乐，2015）方面，而有关不同植被垂直带土壤细菌群落结构和多样性的研究却十分缺乏，关于土壤细菌多样性沿不同海拔的分布特征是什么，环境因子沿植被垂直变化是否会对土壤细菌群落结构和多样性空间分布存在显著影响，这些问题尚待进一步研究。本研究采用Illumina高通量测序技术测定不同海拔垂直植被带土壤细菌群落结构及多样性变化特征，并分析其与环境因子的关系，旨在探明保护区土壤细菌群落结构及多样性沿植被垂直变化的响应规律及其影响因子，为理解南亚热带森林微生物过程及其预测森林生态系统系统功能提供数据参考。

1.1 研究区概况

文山国家级自然保护区位于北热带边缘、中国南部喀斯特岩溶地区的西缘，并与横断山脉南延地段相毗邻，邻跨云南省东南部文山壮族苗族自治州的西畴县（23°21′—23°24′N，104°41′—104°52′E），属横断山脉的中山山地、溶蚀丘陵地貌，区内最高海拔为1883 m，最低海拔为1200 m（杨宇明等，2008）。地势北高南低，东南季风向内纵深时，水汽逐级攀升使保护区气候垂直差异显著，年均降水量可由低海拔的1000 mm增至高海拔1400 mm以上，而年均气温则与之相反，可由低海拔的 20 ℃以上跌至高海拔的 7—8 ℃，导致不同海拔上地带性植被差异显著，沿海拔由低至高形成了季风常绿阔叶林、半湿润常绿阔叶林、中山湿性常绿阔叶林的天然植被垂直分布景观（杨宇明等，2008）。

1.2 样地设置和样品采集

样方设置本研究参照章英才等（2007）《植物学实验方法》，在保证样地地形、植被及土壤等立地条件基本类似，沿海拔由低到高选取上述3种地带性植被（亚热带季风常绿阔叶林（E1）、半湿润常绿阔叶林（E2）和中山湿性常绿阔叶林（E3））进行样方设置，在每种垂直植被带内分别随机设置3块重复样地（30 m×30 m），样地间距大于200 m，共9块样地，采用5 m×5 m小样方对上述每个30 m×30 m样地进行分割，进行植被群落多样性的调查，详细结果见表1。

表1 样地概况Table 1 The basic situation of the sample sites

土样采集和样本量 参照国家林草局制定《森林土壤样品的采集与制备》的行业标准（国家林草局，2000），采用对角线法在上述每个样地（30 m×30 m）内设置3个取样点，量取地表凋落物厚度后去除，挖掘宽80 cm，深100 cm的土壤剖面。使用地温计逐层测量土壤温度，然后采逐层采集0—50 cm土样，使用1 mm孔筛去除杂质，并采用“四分法”将每块样地的 3个取样点按土层混合成 5份，9块样地共采集混合土样45份，将采集的每份样品分成2份，先使用无菌土壤袋收集约20 g过的土壤微生物测序样品，冷藏微生物箱，并在2天内寄送上海凌恩生物科技有限公司检测；
另一份将过筛剩下的样品约2000 g装无菌袋，带回实验室，用于土壤理化指标和自然含水量，其中，约500 g鲜土用于测定土壤自然含水率，约1500 g于室内自然风干、磨细过筛，用于测定土壤理化指标。特此说明，由于各样地小地形均为坡地，50 cm以下为母质层石砾含量达到或超过50%，故采集50 cm以上土层土样。

1.3 土壤理化性质测定

参照国家林草局《森林土壤分析方法》的行业标准（国家林草局，2000），采用地温计测定土温、电位法测定pH、105 ℃烘干恒质量法测定含水量、环刀淹水法测定密度、重铬酸钾外热法测定有机质、凯氏定氮法测定全氮、双酸比色法测定全磷、碱融火焰法测定全钾。每个土壤样品测定3个重复，取平均值。

1.4 土壤微生物DNA提取和测序

称取0.2 g新鲜土样（采集后置于-4 ℃保存，一周内用于DNA提取），装于50 mL离心管中（每个土样重复3次），参照彭淑娴等（2017）方法完成细胞的裂解以及蛋白质、脂类以及腐植酸等杂质的去除。根据 E.Z.N.A. soil试剂盒说明书进行总DNA抽提，利用NanoDrop 2000仪器进行DNA浓度和纯度的检测，然后使用体积分数为 1%的琼脂糖凝胶电泳检测DNA提取质量并进行过滤，并用Trans Start Fastpfu DNA PolyE1raE2仪器（20 uL反应体系）的 V3—V4区引物 338F（5’-ACTCCTA CGGGAGGCAGCAG-3’）和（806R-GGACTACHV GGGTWTCTAAT-3’）进行PCR扩增（Wang et al.，2017），运用16SrDNA进行扩增子进行测序。

1.5 土壤细菌的高通量测序数据与统计分析

经过滤处理后，45个土壤样本共获得2063445条优质序列，优化序列的平均长度为412.83 bp，共检测出91495个OTU，随着检测序列数目不断增加，OTU数量自6000以后开始趋于平缓增长，说明该取样结果能较好地满足实验分析要求和证明测序的准确性。利用Mothur软件（Liu et al.，2012）对细菌的优化序列进行 OTU聚类、物种分类和分析细菌多样性（Richness、Shannon、Chao、Simpson）。

1.6 数据统计分析

采用Microsoft Excel 2013进行所有数据统计，使用RStudio（1.3.1093）进行分析和作图。采用R语言“lm”函数对土壤理化性质、细菌群落组成和多样性进行拟合回归，结合“agricolae”包中的“LSD.test”函数对上述指标进行多重差异比较，差异值设为P＜0.05；
采用“tidyverse”包的“filter”函数过滤细菌平均丰度低于 1%的群落，然后用“vegan”包的“ANOSIM”相似性分析判断优势细菌群落差异，并通过去趋势对应分析（DCA）判别环境因子与土壤细菌群落组成与多样性的相关性分析模型，确定主要关联因子，若排序轴长（Axis lengths）小于3.0即选冗余分析（RDA），若大于4.0选典范对应分析（CCA），若在3.0—4.0之间，二者都可；
最后结合“ggcor”包的“mantel”函数分析各垂直植被带环境因子对“细菌群落和多样性”总解释率（r）的百分比，确定各植被带的主要影响因子。结合上述结果，采用“ggplot2”包绘图。

2.1 不同垂直植被带土壤理化性质的变化特征

由图1可知，土壤理化性质对植被垂直变化呈现不同的响应规律。LSD差异分析表明，土壤密度、温度、pH在低海拔的亚热带季风常绿阔叶林（E1）的值显著高于中海拔半湿润常绿阔叶林（E2）和高海拔中山湿性常绿阔叶林（E3）（P＜0.05），E1的值分别为E2的1.2、1.4、1.1倍及E3的1.5、2.5、1.2倍（图 1a、b、d）；
土壤含水量、有机质、全氮、全磷、全钾在 E3的含量显著高于 E2和 E1（P＜0.05），E3的含量分别为E2的1.2、1.5、1.6、3.3、1.2倍及E1的1.5、2.6、2.7、1.7、2.3倍（图1c、e—h）。各垂直植被带土壤理化性质沿土层深度呈现不同变化规律（图1）。LSD差异分析表明，土壤含水量、有机质、全氮、全磷、全钾随土层加深而显著减小（P＜0.05）（图 1c、图 1e—h），0—10 cm土层最大，分别是40—50 cm土层的2.1、3.9、3.3、2.7、1.5倍，平均减小2.7倍。土壤密度、温度、pH值随土层加深而显著增加（P＜0.05）（图1a、b、d），40—50 cm土层最大，分别是0—10 cm土层的1.4、1.1、1.3倍，平均增加1.3倍。

图1 不同垂直植被带土壤理化性质特征Figure 1 The changes in soil physicochemical properties across different vertical vegetarian zones

2.2 不同垂直植被带土壤细菌群落结构的变化特征

土壤细菌群落组成沿植被垂直变化呈现不同变化规律，共有7个丰度大于1%的优势菌门，分别为酸杆菌门（Acidobacteria）、变形菌门（Proteobacteria）、绿弯菌门（Chloroflexi）、放线菌门（Actinobacteria）、未分类细菌（Unclassified）、WPS2菌门和疣微菌门（Verrucomicrobia），采用Anosim对7个优势菌门进行差异检验分析可知，变形菌门、放线菌门、疣微菌门和WPS-2菌门在垂直植被带间相对丰度差异显著（P＜0.05）（图2a—d）。

图2 不同垂直植被带土壤细菌优势群落Anosim分析Figure 2 The changes of bacterial community across different vertical vegetarian zones (Phylum)

由图3线性拟合可得，酸杆菌门对植被沿海拔的垂直地带分异响应表现出微弱的减小变化趋势（r2=0.112，P＞0.05），分别占细菌物种总数的42.57%；
绿弯菌门（r2=0.155，P＞0.05）和 WPS-2门（r2=0.230，P＜0.05）呈先增后降的变化，分别占9.91%和2.50%；
变形菌门（r2=0.557，P＜0.05）、放线菌门（r2=0.639，P＜0.05）呈单线递增变化，分别占28.8%和4.44%；
疣微菌门（r2=0.293，P＜0.05）呈先减后增的变化，其丰富度最少，占2.27%。未分类门水平细菌的相对丰度依次为 1.27%、3.57%和2.18%，土壤优势细菌的相对丰度呈先减后增的趋势（P＜0.05）。

图3 不同垂直植被带土壤细菌群落特征（门水平）Figure 3 Analysis of similarities of soil bacterial dominant communities in different vertical vegetarian zones

各垂直植被带土壤优势菌门相对丰度沿土层加深变化不同，采用Anosim对7个优势菌门组间差异检验分析可得，4个优势菌门沿土层差异变化显著（P＜0.05），分别为绿弯菌门（图 4a）、变形菌门（图4b）、放线菌门（图4c）、疣微菌门（图4d）。

图4 不同垂直植被带土壤细菌优势群落沿土层变化的Anosim分析Figure 4 Anosim analysis of soil bacterial dominant communities along soil layers in different vertical vegetarian zones

由图5线性拟合可得，E1的酸杆菌门沿土层增加呈先增后减的趋势（r2=0.461，P＜0.05）（图5a），变形菌门（r2=0.572）（图 5b）、疣微菌门（r2=0.309）（图 5g）呈显著减小趋势（P＜0.05），而绿弯菌门（r2=0.425）（图5c）呈显著增加趋势（P＜0.05）；
E2的变形菌门（r2=0.679）（图 5b）、放线菌门（r2=0.873）（图5d）、WPS-2菌门（r2=0.194）（图5e）、疣微菌门（r2=0.309）（图 5g）呈显著减小趋势（P＜0.05），而绿弯菌门（r2=0.830）（5c）呈显著增加趋势（P＜0.05）（图 5c）；
E3的绿弯菌门（r2=0.925）（图5c）呈显著增加趋势（P＜0.05），而放线菌门（r2=0.369）（图 5d）、疣微菌门（r2=0.248）（图 5g）呈显著减小趋势（P＜0.05）；
整体上，未分类门水平细菌的相对丰度沿土层加深依次为2.34、1.91、1.95、2.26、3.23（图 5f），优势细菌相对丰度沿土层加深呈先增后减的趋势。

图5 不同垂直植被带土壤细菌群落的土层变化特征（门水平）Figure 5 The profile changes of bacterial community across different vertical vegetarian zones (Phylum)

2.3 不同垂直植被带土壤细菌多样性的变化特征

土壤细菌多样性对植被沿海拔上升的垂直地带分异呈现不同的响应变化规律（图 6），其中，Richness、Chao、Simpson指数沿植被垂直带呈减小趋势，表现为E1＞E2＞E3，而Shannon指数呈增加趋势，表现为E1＜E2＜E3，且Simpson和Shannon指数在不同垂直植被带间差异显著（P＜0.05）。

图6 不同垂直植被带土壤细菌多样性特征Figure 6 The changes of bacterial diversity across different vertical vegetarian zones

由表2可知，同一植被带不同土层土壤细菌多样性差异显著。E1的Richness、Chao、Shannon指数均沿土层加深而减小，10 cm以下较表层降幅明显（P＜0.05），分别下降 1.60、1.44、1.18倍，Simpson指数与之相反，增加2.89倍。E2的Richness、Chao指数沿土层增加先增后减，均在中层（30—40 cm）达到最大值，Shannon指数沿土层加深而显著减小（P＜0.05），其它层较0—10 cm平均减少1.06倍，Simpson指数与之相反（P＜0.05），其它层较0—10 cm平均增加2.59倍。E3的Richness、Chao、Shannon指数沿土层增加先增后减，均在 20—30 cm达到最大值，较0—10 cm平均增加1.26、1.34、1.02，随后呈显著减小趋势（P＜0.05），较 30—50 cm分别减小1.12、1.11、1.03倍，Simpson指数沿土层深度增加呈波动变化趋势且差异不显著（P＞0.05）。

表2 不同植被垂直带土壤细菌多样性的垂直分布特征Table 2 The vertical changes in soil physicochemical properties across different vertical vegetarian zones

2.4 不同垂直植被带环境因子对细菌群落结构和多样性的影响

环境因子与土壤细菌群落结构和多样性 DCA判别分析如表3所示，不同垂直植被带土壤细菌群落结构和多样性4个排序抽的长度均为第一轴最长且小于2，对细菌群落和多样性解释率分别为47.6%和8.10%，因此选择单峰模型冗余分析（RDA）分析细菌群落结构及多样性与环境因子关系。

表3 土壤细菌群落组成-多样性的DCA判别分析Table 3 Principal component dimension reduction analysis of environmental factors and soil bacterial community composition diversity

冗余分析表明（图 7），前两个坐标轴分别解释了75.86%土壤细菌群落组成和61.12%多样性、的变化特征，其中，凋落物厚度、土壤有机质和pH与原点连线较长，能较好地代表植被和土壤因子解释土壤细菌群落和多样性的变化。土壤有机质、全氮、凋落物厚度、植被Simpson指数与放线菌门（图7a）、变形菌门（图7a）、细菌Shannon指数（图7b）夹角较小且方向一致，表明上述环境因子与上述菌门及多样性指数呈显著正相关（P＜0.05），但与绿弯菌门（图7a）方向相反且夹角较大，表明上述环境因子与该菌呈显著负相关（P＜0.05），其中，土壤的有机质、全氮、植物的凋落物厚度与放线菌门、变形菌门、细菌Shannon指数夹角最小，呈极显著正相关（P＜0.01）；
全磷与WPS-2菌门、疣微菌门（图7a）夹角较小且方向一致（图7a），表明全磷与 WPS-2菌门、疣微菌门呈显著正相关（P＜0.05）；
pH与绿弯菌门（图7a）、细菌Simpson指数（图7b）夹角最小且方向一致，密度与二者次之，表明pH与绿弯菌门、细菌Simpson变化呈极显著正相关（P＜0.01），密度则与二者呈显著正相关（P＜0.05）。

图7 不同垂直植被带环境因子与土壤细菌群落组成及多样性的冗余分析Figure 7 Redundancy analysis of environmental factors and bacterial community composition and diversity

为进一步研究各垂直植被带不同环境因子与土壤细菌群落结构和多样性的耦合关系，采用 Mantel分析对各垂直植被带土壤细菌群落（Acidobacteria、Proteobacteria、Chloroflexi、Actinobacteria、WPS-2、Unclassified、Verrucomicrobia、Others）、多样性指数（Richness、Chao、Shannon、Simpson）和环境因子之间关系进行1000次排列检验，最后得出相关性和解释值（图8）。研究发现，E1土壤细菌群落结构及多样性耦合因子为植被多样性及和凋落物厚度（显著性 Mantel’sP＜0.05，解释率 Mantel’sr≥25%）（图8a），其中，植物Shannon、Pielou、Margalef指数是细菌群落结构的主导因子（Mantel’sr≥50%），凋落物厚度、和植物Shannon指数是该海拔植被带细菌多样性的主导因子（Mantel’sr≥50%）；
E2土壤细菌群落结构耦合因子为除全磷外的其他理化因子（Mantel’sP＜0.05，Mantel’sr≥25%），多样性的耦合因子为植物Shannon指数、凋落物厚度及部分理化因子（pH、有机质、全氮）（Mantel’sP＜0.05，Mantel’sr≥25%）（图 8b），其中，pH、有机质、全氮、凋落物厚度是该植被带调控细菌群落结构和多样性的关键因子（Mantel’sr≥50%）；
E3土壤细菌群落结构耦合因子为凋落物厚度、土壤理化因子（Mantel’sP＜0.05，除全磷外Mantel’sr≥25%），多样性耦合因子为凋落物厚度、植物 Shannon指数、除全磷外的其他理化因子（Mantel’sP＜0.05，Mantel’sr≥25%）（图 8c），其中，土壤密度、pH、有机质、全氮、含水量、凋落物厚度综合调控该植被带细菌群落结构的变化（Mantel’sr≥50%），细菌多样性主导因子为密度、pH、有机质、全氮（Mantel’sr≥50%）。

图8 不同垂直植被带环境因子与土壤细菌群落和多样性的mantel分析Figure 8 Mantel analysis of environmental factors and soil bacterial dominant communities-diversity across different vertical vegetarian zones

整体上，沿植被垂直带变化，植被对细菌群落结构及多样性的解释率呈减小趋势（主导因子：从E1的3个减至1个），表现为凋落物的调控作用沿海拔上升越来越强，植被多样性则越来越弱；
土壤理化因子对细菌群落结构及多样性的解释率呈增加趋势（主导因子：从E1的0个增至5个），表现为除全磷外，pH、含水量、有机质、氮、钾元素沿海拔上升调控作用越来越强。

3.1 土壤细菌群落结构及多样性分布特征对植被垂直变化的响应

土壤细菌在微生物群落中具有个体微小、较高的丰富度和较强的扩散能力（厉桂香等，2018），能敏感响应海拔引起的森林植被垂直带分异以及土壤环境的改变（李超男等，2017）。本研究发现，主要优势菌门（酸杆菌门）沿海拔上升呈微弱的减小趋势（P＞0.05），4个次优势菌门（变形菌门、放线菌门、疣微菌门、WPS2菌门）的相对丰度在垂直植被带间差异显著（P＜0.05），前2个菌门沿海拔呈单一增加趋势，后2个菌门分别呈先增后减和先减后增的趋势。这与各垂直植被带水热条件和微生物营养竞争的差异性有关（贺婧等，2019；
姚兰等，2019）。酸杆菌为嗜酸、寡营养类群，随海拔上升降雨对土壤的淋溶作用加强，且地下根系发达，所分泌的有机酸促进了酸杆菌的繁殖（王光华等，2016），使得酸杆菌门成为各垂直植被带的优势类群；
但土壤酸杆菌的相对丰度并未随中高海拔植被带土壤 pH酸性增强而表现出显著增加的趋势，这与该海拔段土壤养分增加的环境不利于酸杆菌这类寡营养细菌的生长有关（王光华等，2016），这种“pH促养分抑”的影响，使得酸杆菌在不同植被垂直带整体趋势变化不明显，形成较为稳定的生态位（Navarrete et al.，2013），对环境的适应性高于变形菌，成为该保护区最大的细菌类群。变形菌、放线菌为喜营养类型（Jiang et al.，2021），对养分依赖程度高，文山保护区地处南亚热带，丰富的水热条件，为凋落物腐解创造了良好条件，丰富的土壤有机质为变形菌等喜营养类群提供了大量底物，促进其丰度沿海拔增加。疣微菌门、WPS-2菌门在土壤细菌群落组成中占据非常狭窄的环境生态位（群落占比4.77%），扮演稀少菌落的角色，相较于酸杆菌和变形菌（群落共占比＞65%），二者对碳氮主要养分的竞争能力非常有限且需求量少（Zhao et al.，2022），为维持自身群落机制和养分平衡，其营养关系更倾向于对微量元素（磷）获取。

沿土壤剖面的垂直变化，细菌优势类群的丰度整体上呈随土层加深而先增后减的趋势，且各层分布差异显著（P＜0.05）。变形菌门和放线菌门在表层（0—10 cm），、酸杆菌门在中层（10—30 cm）、绿弯菌门在底层（40—50 cm）均富集明显的。3个植被带相邻土层间温差相对较小，细菌活性和数量在垂直分布上受土温的限制较弱，表层土壤的枯枝落叶分解较多，腐殖层厚，获得养分含量较高（吴昊等，2019），适合对养分需求量大的富营养细菌群落（变形菌门、放线菌门）聚集和繁殖；
中层土壤养分环境为寡营养酸杆菌提供了良好的生存环境，成为主要优势菌落的聚集区域；
深层土壤的水、气、热较表层和中层的环境条件差，可与地面交换物质能力对土壤密度的增加越来越弱，是厌氧、寡营养的绿弯菌门良好的聚集层。因此，土壤微生物特性会因土层的肥力和水热条件差异产生不同的聚集和分布格局，寡营养细菌对土壤中下层适应能力较强，而富营养细菌则多聚集在土壤表层（严令斌，2020）。

3.2 土壤细菌多样性对植被垂直变化的响应

森林植被沿海拔高度变化易引起凋落物和土壤理化特性的变化，进而引起土壤细菌多样性的梯度响应（吴梦瑶等，2021）。本研究中，高海拔的中山湿性常绿阔叶林细菌Shannon多样性高于其他2个植被带，这与张丹丹等（2018）研究结果相似。但也一些研究表明，土壤微生物物种多样性随着海拔的升高而显著降低（段益莉等，2019）或无变化（张地等，2012）。与其它地区植被垂直分异变化相比，文山自然保护区土壤碳氮养分沿海拔呈增加的趋势，高海拔中山湿性常绿阔叶林丰富的凋落物及土壤养分为细菌群落发展提供了充足的底物，从而增加了细菌群落多样性（侯萌等，2020）。

在森林生态系统中，由于水分、养分、通气、温度、pH值等因子在土壤剖面上存在差异，导致土壤细菌多样性也存在不同程度的差别（Qin et al.，2021）。一般而言，表层土壤养分富集，与地上水热交换频繁，是微生物获养和生存的理想地（任玉连等，2019）。文山保护区各海拔带土壤养分均表现出明显的表层富集性，即表层应为多样性的富集层，但有趣的是，除低海拔亚热带季风常绿阔叶林土壤细菌多样性对这一剖面变化规律响应外，中高海拔半湿润常绿阔叶林和中山湿性常绿阔叶林土壤细菌并没有因养分逐层减小出现多样性降低的同步趋势，这与样地的微气候对土层温湿度调控有关。降雨量沿海拔增加使中高海拔植被带形成“温降水增”的土壤环境，导致微生物活性降低，为土壤凋落物蓄积、腐解及养分输入的增加创造了良好条件（张腾升，2019），相较于表层“强淋溶、低温”和底层“通气差、养分低”的土壤环境相比，土壤中层保温适肥的小环境更容易被细菌群落接受，进而中高海拔垂直植被带土壤细菌多样性沿土层呈现“中间高-上下低”的分布格局。综上，土壤养分的增加并不是微生物多样性唯一的决定因子，适宜的水热条件和养分的环境才能较好地维持微生物多样性。

3.3 环境因子沿植被带垂直变化对细菌群落结构和多样性的影响

海拔作为重要的山地因子，能够引起森林群落垂直演替，改变地上植被多样性及凋落物量，进而调控土壤理化性质变化，引起土壤细菌群落构建和多样性的梯度响应（韩冬雪等，2015）。本研究发现，植被多样性对优势细菌群落及多样性的主控作用沿海拔上升逐渐被凋落物厚度所削弱。这与刘秉儒等（2013）研究相似，但与胡华英等（2021）发现的植被多样性促进土壤微生物多样性的研究不同。这与研究地植被群落的垂直差异变化有关，与低海拔亚热带季风常绿阔叶林的灌丛、小乔木群落相比，高海拔中山湿性常绿阔叶林的乔木群落根系发达、落叶量大、固肥能力强，为土壤细菌保证了充足的底物，削弱了植物多样性减小对细菌群落的不利影响，促进共营养类群变形菌门、放线菌门和多样性的增加。

土壤细菌群落结构及多样性对土壤理化环境具有明显的选择性，它们受土壤水热条件、密度、pH和养分状况等诸多因素的共同调控。土壤有机质是土壤养分的主要来源，有机质矿质化过程中释放的氮、磷、钾等养分元素可供微生物吸收和利用（侯贻菊等，2019）。本研究中，土壤碳、氮等养分含量沿海拔上升对土壤优势群落丰度和多样性的正效应显著，成为中高海拔植被带土壤细菌群落和多样性的主控因子，尤其对土壤放线菌门、变形菌门等共营养菌群产生了极显著影响。土壤pH的高低决定了整个生态大环境中元素地质小循环反应体系的酸碱性，深刻影响土壤微生物群落结构和多样性（陆梅，2018）。密度决定了土壤孔隙度和持水率，调控土壤细菌各类群数量增长及群落多样性（孙佳等，2020）。本研究还发现，土壤 pH、密度、温度沿海拔减小对土壤优势群落丰度和多样性的负效应显著。文山保护区砂岩发育典型，降水丰富，淋溶作用强，土壤pH整体较低（杨宇明等，2008），适合嗜酸寡营养菌（酸杆菌）的生长（王光华等，2016），同时还受养分因子抑制调节，导致该菌门沿植被垂直变化不明显，土壤密度沿海拔的减小变化增加土壤孔隙和外界交换面积，抑制了厌气寡营养菌疣微菌的繁殖，而中高海拔垂直植被带土壤结构因密度减小得到改善，土壤储养能力增强，削弱酸性的不利影响，促进土壤细菌丰富度和共营养类群的相对丰度。

文山国家级自然保护区土壤细菌群落结构和多样性对植被沿海拔的垂直变化产生不同程度的响应。其中，土壤优势细菌的相对丰度呈先减后增的趋势（P＜0.05）；
不同优势细菌群落的相对丰度在土壤各层富集程度差异显著（P＜0.05），变形菌和放线菌集中分布于表层（0—10 cm），酸杆菌主要于中层（10—30 cm）富集，绿弯菌在底层（40—50 cm）富集；
土壤细菌多样性沿植被垂直变化呈显著的增加趋势（P＜0.05），并在中山湿性常绿阔叶林达到最大值，沿土层变化表现为减小的趋势。

在植被沿海拔的垂直变化过程中，保护区的植被多样性、凋落物、土壤水热条件、紧实度、酸碱度及养分状况（有机质、氮、磷、钾）等性质发生了显著改变（P＜0.05），并对细菌群落结构和多样性的分布格局产生了显著影响（P＜0.05），关键调控因子为土壤有机质、全氮、pH、植被的Shannon指数、凋落物厚度，调控关系沿海拔上升由植被多样性（亚热带季风常绿阔叶林）主导的负向影响转变为含水量、碳氮等养分元素（中山湿性常绿阔叶林）主导的正向影响。